| 摘要 | 第3-6页 |
| Abstract | 第6-7页 |
| 英汉缩略语词表 | 第12-14页 |
| 前言 | 第14-18页 |
| 第一部分 胎盘中HIF1α/2α、Flt-1表达及sFlt-1-CAVI途径在PE血清诱导HRGECs通透性改变中的作用研究 | 第18-42页 |
| 1 资料与方法 | 第18-34页 |
| 1.1 研究对象 | 第18-19页 |
| 1.1.1 重度子痫前期与正常妊娠孕妇胎盘及血清 | 第18-19页 |
| 1.1.2 人类原代肾小球血管内皮细胞 | 第19页 |
| 1.2 材料 | 第19-23页 |
| 1.2.1 仪器设备 | 第19-20页 |
| 1.2.2 主要试剂 | 第20-21页 |
| 1.2.3 主要耗材 | 第21-22页 |
| 1.2.4 溶液的配制 | 第22-23页 |
| 1.3 方法 | 第23-33页 |
| 1.3.1 人体组织实验 | 第23-28页 |
| 1.3.1.1 孕妇外周血及胎盘的收集 | 第23页 |
| 1.3.1.2 ELISA检测孕妇血清中sFlt-1含量 | 第23-24页 |
| 1.3.1.3 免疫组织化学检测胎盘组织中HIF1α、HIF2α及Flt-1蛋白的表达 | 第24-25页 |
| 1.3.1.4 胎盘总蛋白提取及定量 | 第25-26页 |
| 1.3.1.5 Western blot检测胎盘中HIF1α、HIF2α及Flt-1蛋白表达 | 第26-28页 |
| 1.3.2 体外细胞实验 | 第28-33页 |
| 1.3.2.1 HRGECs的复苏、培养及传代 | 第28-30页 |
| 1.3.2.2 rsFlt-1及axitinib对HRGECs活力影响的浓度梯度实验 | 第30页 |
| 1.3.2.3 HRGECs细胞分组处理 | 第30页 |
| 1.3.2.4 Evans-blue检测HRGECs对大分子蛋白通透性 | 第30-31页 |
| 1.3.2.5 HRGECs总蛋白提取及定量 | 第31页 |
| 1.3.2.6 Western blot检测HRGECs中CAV1蛋白表达 | 第31-33页 |
| 1.4 统计学分析 | 第33-34页 |
| 2 结果 | 第34-39页 |
| 2.1 临床标本检测 | 第34-36页 |
| 2.1.1 临床资料 | 第34-35页 |
| 2.1.2 PE胎盘中HIF1α、HIF2α、Flt-1蛋白表达及血清中sFlt-1含量明显高于正常妊娠 | 第35-36页 |
| 2.2 体外细胞实验 | 第36-39页 |
| 2.2.1 rsFlt-1、axitinib对HRGECs活力影响的浓度梯度实验及最佳干预浓度确定:5ng/ml的rsFlt-1不影响HRGECs,可以明显促进HRGECs CAV1蛋白的表达;0.1nM的axitinib不影响HRGECs细胞活力,可明显抑制5ng/mlrsFlt-1对CAV1的促进作用 | 第36-37页 |
| 2.2.2 子痫前期血清与5ng/ml rsFlt-1可明显促进HRGECs对大分蛋白子通透性及CAV1蛋白表达,sFlt-1拮抗剂axitinib可拮抗子痫前期血清促进HRGECs对大分子蛋白通透性及CAV1蛋白表达 | 第37-39页 |
| 3 结论 | 第39页 |
| 4 讨论 | 第39-42页 |
| 第二部分 HIF1α/2α-Flt-1/sFlt-1-CAV1信号转导在缺氧滋养细胞诱导的肾小球对大分子蛋白通透性中作用的的研究 | 第42-67页 |
| 1 资料与方法 | 第43-55页 |
| 1.1 研究对象 | 第43页 |
| 1.1.1 HTR-8/SVneo细胞 | 第43页 |
| 1.1.2 人类原代肾小球血管内皮细胞 | 第43页 |
| 1.2 材料 | 第43-44页 |
| 1.2.1 主要仪器设备 | 第43页 |
| 1.2.2 主要试剂 | 第43-44页 |
| 1.2.3 主要耗材 | 第44页 |
| 1.3 方法 | 第44-54页 |
| 1.3.1 HTR-8/SVneo细胞实验 | 第44-52页 |
| 1.3.1.1 HTR-8/SVneo细胞复苏、培养及传代 | 第44-46页 |
| 1.3.1.2 HTR-8/SVneo细胞缺氧培养浓度梯度实验 | 第46页 |
| 1.3.1.3 JC1检测缺氧对HTR-8/SVneo细胞线粒体膜电位影响 | 第46页 |
| 1.3.1.4 HIF1α/HIF2α质粒、siRNA的构建、活化及抽提 | 第46-48页 |
| 1.3.1.5 HIF1α/HIF2α质粒及siRNA转染HTR-8/SVneo细胞浓度及效率确定 | 第48-49页 |
| 1.3.1.6 HTR-8/SVneo细胞培养上清的收集 | 第49-50页 |
| 1.3.1.7 ELISA检测HTR-8/SVneo细胞培养上清中sFlt-1含量 | 第50页 |
| 1.3.1.8 HTR-8/SVneo细胞收集与总蛋白提取 | 第50页 |
| 1.3.1.9 western blot检测HTR-8/SVneo细胞中HIF1α、HIF2α、Flt-1蛋白表达 | 第50-51页 |
| 1.3.1.10 HTR-8/SVneo细胞收集、总RNA提取与定量 | 第51页 |
| 1.3.1.11 RT-qRCR检测HTR-8/SVneo细胞中HIF1α、HIF2α、Flt-1mRNA表达 | 第51-52页 |
| 1.3.2 HTR-8/SVneo缺氧及HIF1α/HIF2α质粒及siRNA干预后CM对HRGECs作用的实验 | 第52-54页 |
| 1.3.2.1 HRGECs的复苏、培养及传代 | 第52页 |
| 1.3.2.2 MBCD及axitinib对HRGECs活力影响的浓度梯度实验 | 第52-53页 |
| 1.3.2.3 缺氧及转染后HTR-8/SVneo细胞CM处理HRGECs分组 | 第53页 |
| 1.3.2.4 Evans-blue检测不同HTR-8/SVneo CM对HRGECs通透性影响 | 第53页 |
| 1.3.2.5 细胞免疫荧光技术检测HRGECs中CAV1蛋白的表达 | 第53-54页 |
| 1.3.2.6 HRGECs总蛋白提取及定量 | 第54页 |
| 1.3.2.7 Western blot检测HRGECs中CAV1蛋白表达 | 第54页 |
| 1.4 统计学分析 | 第54-55页 |
| 2 结果 | 第55-63页 |
| 2.1 HTR-8/SVneo细胞缺氧处理后HIF1α、HIF2α、Flt-1蛋白表达及细胞上清中sFlt-1含量明显高于常氧培养 | 第55-56页 |
| 2.2 HTR-8/SVneo缺氧培养后细胞线粒体膜电位明显低于常氧培养 | 第56页 |
| 2.3 HTR-8/SVneo细胞HIF1α/HIF2α质粒及siRNA最佳转染浓度及效率确定 | 第56-58页 |
| 2.4 HTR-8/SVneo过表达HIF1α/HIF2α可明显增加常氧培养细胞Flt-1蛋白表达及培养上清sFlt-1含量,HTR-8/SVneo降表达HIF1α/HIF2α后可明显抑制缺氧条件下细胞Flt-1表达及培养上清sFlt-1含量 | 第58-60页 |
| 2.5 HTR-8/SVneo过表达HIF1α/HIF2α常氧培养上清可促进HRGECs对大分子蛋白的通透性及CAV1蛋白;HTR-8/SVneo降表达HIF1α/HIF2α后可明显拮抗缺氧条件下细胞培养上清促进HRGECs对大分子蛋白通透性及CAV1蛋白表达的作用 | 第60-63页 |
| 3 结论 | 第63页 |
| 4 讨论 | 第63-67页 |
| 全文总结与展望 | 第67-69页 |
| 参考文献 | 第69-79页 |
| 致谢 | 第79-81页 |
| 攻读硕士学位期间发表的学术论文目录 | 第81-83页 |
广告服务 
